Medicina regenerativa aplicada al tratamiento de patologías articulares equinas: capacidad inmuno-moduladora in vitro e in vivo de las células madre mesenquimales de médula ósea (bm-mscs) en un modelo de artritis inducida
- Autores: Laura Barrachina Porcar
- Directores de la Tesis: Francisco José Vázquez Bringas (dir. tes.), Clementina Rodellar Penella (dir. tes.)
- Lectura: En la Universidad de Zaragoza ( España ) en 2017
- Idioma: español
- Tribunal Calificador de la Tesis: Antonio M. Cruz Madorrán (presid.), Rosario Osta Pinzolas (secret.), Luis Orozco Delclós (voc.)
- Programa de doctorado: Programa de Doctorado en Ciencias Biomédicas y Biotecnológicas por la Universidad de La Rioja y la Universidad de Zaragoza
- Materias:
- Texto completo no disponible (Saber más ...)
- Resumen
Las patologías articulares como la osteoartritis (OA) suponen un considerable impacto económico y sobre la salud tanto en las personas como en los caballos. Su valor como paciente y como modelo animal ha hecho del caballo una especie de enorme interés para el estudio de terapias aplicadas a esta patología. No existe actualmente ningún tratamiento totalmente efectivo para la OA, lo que ha despertado el interés por la medicina regenerativa y, en concreto, por las células madre mesenquimales (MSCs), cuya aplicación está mostrando resultados prometedores. El poder terapéutico de las MSCs se atribuye principalmente a sus propiedades anti-inflamatorias e inmunorreguladoras, las cuales son estimuladas por la exposición a citoquinas pro-inflamatorias como IFNγ y TNFα, sugiriendo que el desarrollo completo del potencial regulador de las MSCs requiere de activación. Sin embargo, la exposición a ambientes inflamatorios también puede conllevar efectos no deseables sobre las MSCs, como la disminución de su viabilidad y de su capacidad de diferenciación, o el aumento en la expresión de moléculas inmunogénicas, lo cual puede tener repercusiones en su uso alogénico.
Las MSCs alogénicas son susceptibles de ser reconocidas por el sistema inmune del receptor, pero la baja expresión de MHC y sus propiedades inmunorreguladoras les confieren potencial para evitar ser detectadas. La inflamación influye sobre el equilibrio entre la expresión de factores inmunomoduladores e inmunogénicos, el cual es crucial para que las MSCs sean capaces de evadir al sistema inmune y puedan desempeñar sus efectos terapéuticos.
La presente Tesis Doctoral parte de la hipótesis de que aplicando un estímulo inflamatorio adecuado in vitro podría incrementarse el potencial terapéutico in vivo las MSCs equinas al aumentar sus propiedades inmunorreguladoras. Dado que este tipo de estimulación podría ir asociada a efectos no deseables, éstos también deben ser considerados. Por ello, el objetivo general de la presente Tesis Doctoral es estudiar el efecto in vitro de distintos estímulos inflamatorios sobre las MSCs equinas y analizar posteriormente in vivo la seguridad y eficacia de estas células, estimuladas y sin estimular, aplicadas en un modelo de OA equina. Al presentarse esta Tesis Doctoral en la modalidad de compendio de publicaciones, el trabajo desarrollado para alcanzar este objetivo se recoge en cuatro artículos indexados ya publicados en revistas incluidas en el Journal Citation Reports, y en un quinto manuscrito pendiente de publicación.
Puesto que el líquido sinovial de la articulación inflamada contiene moléculas inflamatorias, en primer lugar se estudió el efecto in vitro sobre las propiedades de las MSCs equinas del cultivo en presencia de líquido sinovial inflamatorio. Esta condición fue bien tolerada por las MSCs en términos de viabilidad y capacidad de diferenciación, pero fue insuficiente para inducir su perfil inmunorregulador. Además, dado que los niveles y tipos de moléculas presentes en el líquido sinovial son heterogéneos incluso dentro del mismo tipo de patología, se planteó la estimulación in vitro de las MSCs con dosis concretas de citoquinas pro-inflamatorias como potencial estrategia para aumentar su efecto terapéutico mediante la inducción de su perfil inmunorregulador. Con este fin, se testó la exposición a las citoquinas proinflamatorias TNFα e IFNγ (20ng/ml y 50ng/ml durante 72h), encontrando que estas condiciones eran capaces de inducir la expresión de moléculas relacionadas con los mecanismos inmunomoduladores de las MSCs. Sin embargo, estas condiciones también indujeron la expresión de moléculas inmunogénicas y disminuyeron la viabilidad y el potencial de diferenciación de las MSCs.
En vista de los efectos no deseables asociados a estas condiciones, se pasó a estudiar el efecto de dosis más bajas y tiempos de estimulación más cortos con las mismas citoquinas, encontrando que la exposición a 5ng/ml de TNFα e IFNγ durante 12h era capaz de inducir el perfil inmunorregulador de las MSCs sin afectar a su viabilidad y plasticidad. Aunque estas condiciones indujeron la expresión de MHC-II y CD40, no afectaron a la expresión de MHC-I ni de otras moléculas coestimuladoras, por lo que se determinó que esta estimulación podría ser apropiada para aplicarla in vivo como estrategia terapéutica en un modelo equino de patología articular.
Debido al papel central de la inflamación en la OA y a los efectos beneficiosos de las MSCs atribuidos a sus propiedades antiinflamatorias y reguladoras, se planteó la necesidad de monitorizar adecuadamente la progresión de la inflamación articular durante el ensayo in vivo. Esto condujo al interés de estudiar la haptoglobina como marcador inflamatorio en esta patología. El aumento significativo y prolongado de la haptoglobina tanto en suero como en líquido sinovial en el modelo equino de OA utilizado en el ensayo in vivo sugirió su potencial para detectar y monitorizar la inflamación en patologías articulares equinas.
El estudio in vivo utilizando administraciones repetidas de un pool alogénico de MSCs, tanto estimuladas como sin estimular con las condiciones previamente definidas, mostró la utilidad potencial de la activación ex vivo de las MSCs equinas como estrategia terapéutica para patologías articulares. La respuesta inflamatoria ligera y transitoria observada en las 24 horas siguientes a la segunda administración de MSCs estimuladas sugiere que la activación de las MSCs podría aumentar su inmunogenicidad, por lo que este aspecto debe ser tenido en cuenta en su uso alogénico. La administración de MSCs, ya fueran estimuladas o no, mostró efectos beneficiosos en la articulación, los cuales fueron más evidentes a corto plazo. Aunque no se encontraron diferencias muy marcadas entre el uso de MSCs estimuladas o sin estimular, las MSCs estimuladas mostraron un mayor efecto antiinflamatorio y regulador, pese a la leve reacción observada tras su segunda administración.
En conclusión, los resultados obtenidos en esta Tesis Doctoral muestran el potencial beneficio de la estimulación de las MSCs equinas con citoquinas proinflamatorias y contribuyen a comprender mejor el efecto de la inflamación sobre el equilibrio inmunomodulación-inmunogenicidad de las MSCs y sus posibles implicaciones terapéuticas, cuya investigación es clave para avanzar hacia la consecución de terapias celulares alogénicas seguras y más eficaces.
1. Aggarwal, S., Pittenger, M.F., 2005. Human mesenchymal stem cells modulate allogeneic immune cell responses. Blood 105, 1815-1822.
2. Ankrum, J.A., Ong, J.F., Karp, J.M., 2014. Mesenchymal stem cells: immune evasive, not immune privileged. Nature biotechnology 32, 252-260.
3. Anónimo, 2005. Cellular Tissue and Gene Therapies Advisory Commite. Cellular products for joint surface repair. FDA Center for Biologics Evaluation and Research March 3–4.
4. Ardanaz, N., Vazquez, F.J., Romero, A., Remacha, A.R., Barrachina, L., Sanz, A., Ranera, B., Vitoria, A., Albareda, J., Prades, M., Zaragoza, P., Martin-Burriel, I., Rodellar, C., 2016. Inflammatory response to the administration of mesenchymal stem cells in an equine experimental model: effect of autologous, and single and repeat doses of pooled allogeneic cells in healthy joints. BMC veterinary research 12, 65.
5. Badillo, A.T., Beggs, K.J., Javazon, E.H., Tebbets, J.C., Flake, A.W., 2007. Murine bone marrow stromal progenitor cells elicit an in vivo cellular and humoral alloimmune response. Biology of blood and marrow transplantation : journal of the American Society for Blood and Marrow Transplantation 13, 412-422.
6. Barry, F., Murphy, M., 2013. Mesenchymal stem cells in joint disease and repair. Nature Reviews Rheumatology 9, 584-594.
7. Becerra, P., Valdes Vazquez, M.A., Dudhia, J., Fiske-Jackson, A.R., Neves, F., Hartman, N.G., Smith, R.K., 2013. Distribution of injected technetium(99m)-labeled mesenchymal stem cells in horses with naturally occurring tendinopathy. Journal of orthopaedic research : official publication of the Orthopaedic Research Society 31, 1096-1102.
8. Berenbaum, F., 2013. Osteoarthritis as an inflammatory disease (osteoarthritis is not osteoarthrosis!). Osteoarthritis and cartilage / OARS, Osteoarthritis Research Society 21, 16-21.
9. Berglund, A.K., Schnabel, L.V., 2016. Allogeneic major histocompatibility complex-mismatched equine bone marrow-derived mesenchymal stem cells are targeted for death by cytotoxic anti-major histocompatibility complex antibodies. Equine veterinary journal.
10. Bouffi, C., Bony, C., Courties, G., Jorgensen, C., Noel, D., 2010. IL-6-dependent PGE2 secretion by mesenchymal stem cells inhibits local inflammation in experimental arthritis. PloS one 5, e14247.
11. Broeckx, S., Suls, M., Beerts, C., Vandenberghe, A., Seys, B., Wuertz-Kozak, K., Duchateau, L., Spaas, J.H., 2014a. Allogenic mesenchymal stem cells as a treatment for equine degenerative joint disease: a pilot study. Current stem cell research & therapy 9, 497-503.
12. Broeckx, S., Zimmerman, M., Crocetti, S., Suls, M., Marien, T., Ferguson, S.J., Chiers, K., Duchateau, L., Franco-Obregon, A., Wuertz, K., Spaas, J.H., 2014b. Regenerative therapies for equine degenerative joint disease: a preliminary study. PloS one 9, e85917.
13. Carrade, D.D., Borjesson, D.L., 2013. Immunomodulation by mesenchymal stem cells in veterinary species. Comparative medicine 63, 207-217.
14. Carrade, D.D., Lame, M.W., Kent, M.S., Clark, K.C., Walker, N.J., Borjesson, D.L., 2012a. Comparative Analysis of the Immunomodulatory Properties of Equine Adult-Derived Mesenchymal Stem Cells. Cell medicine 4, 1-11.
15. Carrade, D.D., Lame, M.W., Kent, M.S., Clark, K.C., Walker, N.J., Borjesson, D.L., 2012b. Comparative Analysis of the Immunomodulatory Properties of Equine Adult-Derived Mesenchymal Stem Cells(). Cell Medicine 4, 1-11.
16. Carrade, D.D., Owens, S.D., Galuppo, L.D., Vidal, M.A., Ferraro, G.L., Librach, F., Buerchler, S., Friedman, M.S., Walker, N.J., Borjesson, D.L., 2011. Clinicopathologic findings following intra-articular injection of autologous and allogeneic placentally derived equine mesenchymal stem cells in horses. Cytotherapy 13, 419-430.
17. Carrade Holt, D.D., Wood, J.A., Granick, J.L., Walker, N.J., Clark, K.C., Borjesson, D.L., 2014. Equine mesenchymal stem cells inhibit T cell proliferation through different mechanisms depending on tissue source. Stem Cells and Development 23, 1258-1265.
18. Colbath, A.C., Dow, S.W., Phillips, J.N., McIlwraith, C.W., Goodrich, L.R., 2017a. Autologous and Allogeneic Equine Mesenchymal Stem Cells Exhibit Equivalent Immunomodulatory Properties In Vitro. Stem Cells Dev. [Epub ahead of print] 19. Colbath, A.C., Frisbie, D.D., Dow, S.W., Kisiday, J.D., McIlwraith, C.W., Goodrich, L.R., 2017b. Equine Models for the Investigation of Mesenchymal Stem Cell Therapies in Orthopedic Disease. Operative Techniques in Sports Medicine 25 (1), 41-49.
20. Consentius, C., Reinke, P., Volk, H.D., 2015. Immunogenicity of allogeneic mesenchymal stromal cells: what has been seen in vitro and in vivo? Regenerative Medicine 10, 305-315.
21. Cuerquis, J., Romieu-Mourez, R., Francois, M., Routy, J.P., Young, Y.K., Zhao, J., Eliopoulos, N., 2014. Human mesenchymal stromal cells transiently increase cytokine production by activated T cells before suppressing T-cell proliferation: effect of interferon-gamma and tumor necrosis factor-alpha stimulation. Cytotherapy 16, 191-202.
22. Chan, W.K., Lau, A.S., Li, J.C., Law, H.K., Lau, Y.L., Chan, G.C., 2008. MHC expression kinetics and immunogenicity of mesenchymal stromal cells after short-term IFN-gamma challenge. Experimental hematology 36, 1545-1555.
23. da Silva Meirelles, L., Chagastelles, P.C., Nardi, N.B., 2006. Mesenchymal stem cells reside in virtually all post-natal organs and tissues. Journal of cell science 119, 2204-2213.
24. da Silva Meirelles, S., Fontes, A.M., Covas, D.T., Caplan, A.I., 2009. Mechanisms involved in the therapeutic properties of mesenchymal stem cells. Cytokine & Growth Factors Review 20, 419-427.
25. De Schauwer, C., Goossens, K., Piepers, S., Hoogewijs, M.K., Govaere, J.L., Smits, K., Meyer, E., Van Soom, A., Van de Walle, G.R., 2014. Characterization and profiling of immunomodulatory genes of equine mesenchymal stromal cells from non-invasive sources. Stem Cell Research and Therapy 5, 6.
26. Dighe, A.S., Yang, S., Madhu, V., Balian, G., Cui, Q., 2013. Interferon gamma and T cells inhibit osteogenesis induced by allogeneic mesenchymal stromal cells. Journal of orthopaedic research : official publication of the Orthopaedic Research Society 31, 227-234.
27. Dominici, M., Le Blanc, K., Mueller, I., Slaper-Cortenbach, I., Marini, F., Krause, D., Deans, R., Keating, A., Prockop, D., Horwitz, E., 2006. Minimal criteria for defining multipotent mesenchymal stromal cells. The International Society for Cellular Therapy position statement. Cytotherapy 8, 315-317.
28. Duijvestein, M., Wildenberg, M.E., Welling, M.M., Hennink, S., Molendijk, I., van Zuylen, V.L., Bosse, T., Vos, A.C., de Jonge-Muller, E.S., Roelofs, H., van der Weerd, L., Verspaget, H.W., Fibbe, W.E., te Velde, A.A., van den Brink, G.R., Hommes, D.W., 2011. Pretreatment with interferon-gamma enhances the therapeutic activity of mesenchymal stromal cells in animal models of colitis. Stem cells (Dayton, Ohio) 29, 1549-1558.
29. Ferris, D.J., Frisbie, D.D., Kisiday, J.D., McIlwraith, C.W., Hague, B.A., Major, M.D., Schneider, R.K., Zubrod, C.J., Kawcak, C.E., Goodrich, L.R., 2014a. Clinical outcome after intra-articular administration of bone marrow derived mesenchymal stem cells in 33 horses with stifle injury. Veterinary surgery : VS 43, 255-265.
30. Ferris, R.A., Frisbie, D.D., McCue, P.M., 2014b. Use of mesenchymal stem cells or autologous conditioned serum to modulate the inflammatory response to spermatozoa in mares. Theriogenology 82, 36-42.
31. Frisbie, D.D., Kisiday, J.D., Kawcak, C.E., Werpy, N.M., McIlwraith, C.W., 2009. Evaluation of adipose-derived stromal vascular fraction or bone marrow-derived mesenchymal stem cells for treatment of osteoarthritis. Journal of orthopaedic research : official publication of the Orthopaedic Research Society 27, 1675-1680.
32. Ghannam, S., Bouffi, C., Djouad, F., Jorgensen, C., Noel, D., 2010. Immunosuppression by mesenchymal stem cells: mechanisms and clinical applications. Stem cell research and therapy 1, 2.
33. Gonzalez-Fernandez, M.L., Perez-Castrillo, S., Sanchez-Lazaro, J.A., Prieto-Fernandez, J.G., Lopez-Gonzalez, M.E., Lobato-Perez, S., Colaco, B.J., Olivera, E.R., Villar-Suarez, V., 2016. Assessment of regeneration in meniscal lesions by use of mesenchymal stem cells derived from equine bone marrow and adipose tissue. American journal of veterinary research 77, 779-788.
34. Goodrich, L.R., Chen, A.C., Werpy, N.M., Williams, A.A., Kisiday, J.D., Su, A.W., Cory, E., Morley, P.S., McIlwraith, C.W., Sah, R.L., Chu, C.R., 2016. Addition of Mesenchymal Stem Cells to Autologous Platelet-Enhanced Fibrin Scaffolds in Chondral Defects: Does It Enhance Repair? The Journal of bone and joint surgery. American volume 98, 23-34.
35. Hatsushika, D., Muneta, T., Nakamura, T., Horie, M., Koga, H., Nakagawa, Y., Tsuji, K., Hishikawa, S., Kobayashi, E., Sekiya, I., 2014. Repetitive allogeneic intraarticular injections of synovial mesenchymal stem cells promote meniscus regeneration in a porcine massive meniscus defect model. Osteoarthritis and Cartilage 22, 941-950.
36. Hulten, C., Gronlund, U., Hirvonen, J., Tulamo, R.M., Suominen, M.M., Marhaug, G., Forsberg, M., 2002. Dynamics in serum of the inflammatory markers serum amyloid A (SAA), haptoglobin, fibrinogen and alpha2-globulins during induced noninfectious arthritis in the horse. Equine veterinary journal 34, 699-704.
37. Jacobsen, S., Andersen, P.H., 2007. The acute phase protein serum amyloid A (SAA) as a marker of inflammation in horses. Equine Veterinary Education 19, 38-46.
38. Krampera, M., Cosmi, L., Angeli, R., Pasini, A., Liotta, F., Andreini, A., Santarlasci, V., Mazzinghi, B., Pizzolo, G., Vinante, F., Romagnani, P., Maggi, E., Romagnani, S., Annunziato, F., 2006. Role for interferon-gamma in the immunomodulatory activity of human bone marrow mesenchymal stem cells. Stem cells (Dayton, Ohio) 24, 386-398.
39. Lacey, D.C., Simmons, P.J., Graves, S.E., Hamilton, J.A., 2009. Proinflammatory cytokines inhibit osteogenic differentiation from stem cells: implications for bone repair during inflammation. Osteoarthritis and Cartilage 17, 735-742.
40. Le Blanc, K., Tammik, C., Rosendahl, K., Zetterberg, E., Ringden, O., 2003a. HLA expression and immunologic properties of differentiated and undifferentiated mesenchymal stem cells. Experimental Hematology 31, 890-896.
41. Leijs, M.J., van Buul, G.M., Lubberts, E., Bos, P.K., Verhaar, J.A., Hoogduijn, M.J., van Osch, G.J., 2012. Effect of Arthritic Synovial Fluids on the Expression of Immunomodulatory Factors by Mesenchymal Stem Cells: An Explorative in vitro Study. Frontiers in immunology 3, 231.
42. Ma, S., Xie, N., Li, W., Yuan, B., Shi, Y., Wang, Y., 2014. Immunobiology of mesenchymal stem cells. Cell death and differentiation 21, 216-225.
43. Manferdini, C., Maumus, M., Gabusi, E., Piacentini, A., Filardo, G., Peyrafitte, J.A., Jorgensen, C., Bourin, P., Fleury-Cappellesso, S., Facchini, A., Noel, D., Lisignoli, G., 2013. Adipose-derived mesenchymal stem cells exert antiinflammatory effects on chondrocytes and synoviocytes from osteoarthritis patients through prostaglandin E2. Arthritis and rheumatism 65, 1271-1281.
44. Maumus, M., Manferdini, C., Toupet, K., Peyrafitte, J.A., Ferreira, R., Facchini, A., Gabusi, E., Bourin, P., Jorgensen, C., Lisignoli, G., Noel, D., 2013. Adipose mesenchymal stem cells protect chondrocytes from degeneration associated with osteoarthritis. Stem Cell Research 11, 834-844.
45. Maumus, M., Roussignol, G., Toupet, K., Penarier, G., Bentz, I., Teixeira, S., Oustric, D., Jung, M., Lepage, O., Steinberg, R., Jorgensen, C., Noel, D., 2016. Utility of a Mouse Model of Osteoarthritis to Demonstrate Cartilage Protection by IFNgamma-Primed Equine Mesenchymal Stem Cells. Frontiers in Immunology 7, 392.
46. McIlwraith, C.W., Frisbie, D.D., Kawcak, C.E., 2012. The horse as a model of naturally occurring osteoarthritis. Bone & joint research 1, 297-309.
47. McIlwraith, C.W., Frisbie, D.D., Rodkey, W.G., Kisiday, J.D., Werpy, N.M., Kawcak, C.E., Steadman, J.R., 2011. Evaluation of intra-articular mesenchymal stem cells to augment healing of microfractured chondral defects. Arthroscopy : the journal of arthroscopic & related surgery: official publication of the Arthroscopy Association of North America and the International Arthroscopy Association 27, 1552-1561.
48. Mokbel, A.N., El Tookhy, O.S., Shamaa, A.A., Rashed, L.A., Sabry, D., El Sayed, A.M., 2011. Homing and reparative effect of intra-articular injection of autologus mesenchymal stem cells in osteoarthritic animal model. BMC musculoskeletal disorders 12, 259.
49. Nauta, A.J., Westerhuis, G., Kruisselbrink, A.B., Lurvink, E.G., Willemze, R., Fibbe, W.E., 2006. Donor-derived mesenchymal stem cells are immunogenic in an allogeneic host and stimulate donor graft rejection in a nonmyeloablative setting. Blood 108, 2114-2120.
50. Owens, S.D., Kol, A., 2016. Allogeneic Mesenchymal Stem Cell Treatment Induces Specific Alloantibodies in Horses. Stem cells international 2016, 5830103.
51. Paterson, Y.Z., Rash, N., Garvican, E.R., Paillot, R., Guest, D.J., 2014. Equine mesenchymal stromal cells and embryo-derived stem cells are immune privileged in vitro. Stem cell research and therapy 5, 90.
52. Pezzanite, L.M., Fortier, L.A., Antczak, D.F., Cassano, J.M., Brosnahan, M.M., Miller, D., Schnabel, L.V., 2015. Equine allogeneic bone marrow-derived mesenchymal stromal cells elicit antibody responses in vivo. Stem cell research and therapy 6, 54.
53. Pigott, J.H., Ishihara, A., Wellman, M.L., Russell, D.S., Bertone, A.L., 2013a. Inflammatory effects of autologous, genetically modified autologous, allogeneic, and xenogeneic mesenchymal stem cells after intra-articular injection in horses. Veterinary and comparative orthopaedics and traumatology 26, 453-460.
54. Pigott, J.H., Ishihara, A., Wellman, M.L., Russell, D.S., Bertone, A.L., 2013b. Investigation of the immune response to autologous, allogeneic, and xenogeneic mesenchymal stem cells after intra-articular injection in horses. Veterinary immunology and immunopathology 156, 99-106.
55. Ranera, B., Antczak, D., Miller, D., Doroshenkova, T., Ryan, A., McIlwraith, C.W., Barry, F., 2016. Donor-derived equine mesenchymal stem cells suppress proliferation of mismatched lymphocytes. Equine veterinary journal 48, 253-260.
56. Ranera, B., Lyahyai, J., Romero, A., Vazquez, F.J., Remacha, A.R., Bernal, M.L., Zaragoza, P., Rodellar, C., Martin-Burriel, I., 2011. Immunophenotype and gene expression profiles of cell surface markers of mesenchymal stem cells derived from equine bone marrow and adipose tissue. Veterinary immunology and immunopathology 144, 147-154.
57. Saulnier, N., Viguier, E., Perrier-Groult, E., Chenu, C., Pillet, E., Roger, T., Maddens, S., Boulocher, C., 2015. Intra-articular administration of xenogeneic neonatal Mesenchymal Stromal Cells early after meniscal injury down-regulates metalloproteinase gene expression in synovium and prevents cartilage degradation in a rabbit model of osteoarthritis. Osteoarthritis and Cartilage 23, 122-133.
58. Schelbergen, R.F., van Dalen, S., ter Huurne, M., Roth, J., Vogl, T., Noël, D., Jorgensen, C., van den Berg, W.B., van de Loo, F.A., Blom, A.B., van Lent, P.L.E.M., 2014. Treatment efficacy of adipose-derived stem cells in experimental osteoarthritis is driven by high synovial activation and reflected by S100A8/A9 serum levels. Osteoarthritis and cartilage / OARS, Osteoarthritis Research Society 22, 1158-1166.
59. Sivanathan, K.N., Gronthos, S., Rojas-Canales, D., Thierry, B., Coates, P.T., 2014. Interferon-gamma modification of mesenchymal stem cells: implications of autologous and allogeneic mesenchymal stem cell therapy in allotransplantation. Stem Cell Reviews 10, 351-375.
60. Schnabel, L.V., Fortier, L.A., McIlwraith, C.W., Nobert, K.M., 2013b. Therapeutic use of stem cells in horses: which type, how, and when? The Veterinary Journal 197, 570-577.
61. Schnabel, L.V., Pezzanite, L.M., Antczak, D.F., Felippe, M.J., Fortier, L.A., 2014. Equine bone marrow-derived mesenchymal stromal cells are heterogeneous in MHC class II expression and capable of inciting an immune response in vitro. Stem Cell Research and Therapy 5, 13.
62. van Buul, G.M., Villafuertes, E., Bos, P.K., Waarsing, J.H., Kops, N., Narcisi, R., Weinans, H., Verhaar, J.A., Bernsen, M.R., van Osch, G.J., 2012. Mesenchymal stem cells secrete factors that inhibit inflammatory processes in short-term osteoarthritic synovium and cartilage explant culture. Osteoarthritis and cartilage / OARS, Osteoarthritis Research Society 20, 1186-1196.
63. Vézina Audette, R., Lavoie-Lamoureux, A., Lavoie, J.P., Laverty, S., 2013. Inflammatory stimuli differentially modulate the transcription of paracrine signaling molecules of equine bone marrow multipotent mesenchymal stromal cells. Osteoarthritis and cartilage / OARS, Osteoarthritis Research Society 21, 1116-1124.
64. Wang, L., Zhao, Y., Liu, Y., Akiyama, K., Chen, C., Qu, C., Jin, Y., Shi, S., 2013b. IFN-gamma and TNF-alpha synergistically induce mesenchymal stem cell impairment and tumorigenesis via NFkappaB signaling. Stem cells (Dayton, Ohio) 31, 1383-1395.
65. Wilke, M.M., Nydam, D.V., Nixon, A.J., 2007. Enhanced early chondrogenesis in articular defects following arthroscopic mesenchymal stem cell implantation in an equine model. Journal of orthopaedic research : official publication of the Orthopaedic Research Society 25.
66. Zayed, M.N., Schumacher, J., Misk, N., Dhar, M.S., 2016. Effects of pro-inflammatory cytokines on chondrogenesis of equine mesenchymal stromal cells derived from bone marrow or synovial fluid. The Veterinary Journal 217, 26-32.
67. Zimmermann, J.A., McDevitt, T.C., 2014. Pre-conditioning mesenchymal stromal cell spheroids for immunomodulatory paracrine factor secretion. Cytotherapy 16, 331-345.
