Ayuda
Ir al contenido

Dialnet


Aproximación al estado genético del embrión mediante su estudio morfológico y al resultado de un ciclo de diagnóstico genético preimplantacional en función de la indicación

  • Autores: M. Carmen Cañadas Gálvez
  • Directores de la Tesis: Vicente Badajoz Liébana (dir. tes.), José Manuel Bajo Arenas (dir. tes.)
  • Lectura: En la Universidad Autónoma de Madrid ( España ) en 2016
  • Idioma: español
  • Tribunal Calificador de la Tesis: Tirso Pérez Medina (presid.), Luis San Frutos Llorente (secret.), Jesús Blázquez Izquierdo (voc.), Miguel Ángel Herráiz Martínez (voc.), José Miguel García Sagredo (voc.)
  • Materias:
  • Enlaces
  • Resumen
    • Introducción En 1978 se publicó el caso de Louise Brown (Edwards y Steptoe) y con ello se inició la era de la Reproducción Humana Asistida.

      En 1989 las técnicas de reproducción asistida y la genética convergen con el primer diagnóstico genético preimplantacional (DPI) sobre un embrión humano (Handyside) como alternativa al diagnóstico prenatal.

      Aunque cada vez existen más criterios y tecnologías a la hora de obtener información de un embrión: sus tiempos de evolución, su metabolismo, etc., el único modo de conocerlo realmente, de acceder a su constitución cromosómica/genética es mediante el estudio directo de al menos una de sus blastómeras.

      Debido a la controversia que todavía genera la necesidad de extraer una célula del embrión, se intentan establecer relaciones entre los parámetros clásicos de observación y el estatus genético, por si se pudiera evitar la necesidad de la biopsia.

      Actualmente la secuenciación completa del genoma de una única célula y la incubación embrionaria en condiciones de vigilancia continua ocupan nuestro empeño.

      Hipótesis y Objetivos Es sabido que las principales causas de fracasos de una gestación son incorrecciones genéticas en el embrión. Puesto que la actual Ley de Reproducción asistida no permite realizar DPI más que en determinados casos; se intentará obtener una aproximación pronóstica mediante la observación y evaluación de los cambios embrionarios, siguiendo criterios sencillos y rutinarios en una clínica de reproducción.

      Mediante este estudio observacional, de carácter prospectivo, transversal, realizado en nuestro centro, Ginefiv (Centro para el Estudio de la Esterilidad y Fertilización “in vitro”, Madrid), intentaremos establecer como cierta la hipótesis de partida fijándonos los siguientes objetivos principales: a) Analizando, como objetivos principales, la relación del resultado del análisis genético con determinados parámetros propios de cada etapa embrionaria: zigoto, primeros estadios de división celular y evolución posterior a la biopsia; así como de la indicación para la realización del tratamiento.

      b) Analizando, como objetivos secundarios, el resultado de un ciclo de reproducción en función de determinados parámetros de la evolución del propio ciclo: número de embriones obtenidos y biopsiados, y de la indicación para la realización del DPI.

      Material y método Selección de casos.

      En este estudio se analizan 1425 embriones, obtenidos entre el 1 de enero de 2007 y el 31 de diciembre de 2011, biopsiados para la realización de DPI. Se determina tanto la clasificación pronucleolar (“Z-score”) como otros factores de evolución clásicos y, finalmente, la integridad cromosómica o el “estado genético”.

      Todas las pacientes, con rango de edad entre 25 y 46 años (media de 36,49 ± 3,98 años), presentaban alguna de las indicaciones para el tratamiento incluidas entre los casos aceptados por la ley.

      La estimulación ovárica se realiza, según los protocolos establecidos en la clínica. En todos los casos se apoyó la fase lútea con progesterona, hasta la determinación del nivel de la subunidad β-hCG en sangre periférica para confirmar o no la gestación.

      Obtención de embriones.

      Tras la punción ovárica se realiza microinyección espermática en aquellos ovocitos que se encuentran en Metafase-II. Pasadas 16-20 horas, se comprueba la fecundación, clasificando cada zigoto. Pasadas 44 h (D+2) tras su microinyección se revisa la evolución de los embriones. A las 68 h (D+3) se vuelven a revisar y aquellos embriones viables, los que tengan más de 6 células se biopsiarán para su estudio genético.

      Biopsia embrionaria.

      En D+3 se realiza una incisión, bien por método químico bien mediante láser, en la zona pelúcida (ZP) del embrión para poder acceder a las células del embrión y poder realizar la extracción de una de ellas, que será la que se envíe al laboratorio de genética para su análisis.

      Resultado del diagnóstico.

      Según el tipo de estudio que se realice: cromosómico o génico, se recibirá un tipo de resultado, pero en definitiva nos dirá si el embrión es viable o no para su transferencia. Análisis estadístico.

      Mediante herramientas estadísticas del paquete SPSS (Statistical Package for Social Sciences- SPSS® 15.0 for Windows) y del proyecto R (www.r-project.org, R Development Core Team), hacemos un estudio con análisis descriptivos, de frecuencias, porcentajes, medias y medianas y tablas de contingencia, 2 de Pearson, análisis de varianzas (ANOVA) y curvas COR; realizando un tratamiento de los datos obtenidos de cada uno de los embriones.

      Conclusiones Según los datos obtenidos en nuestro estudio: a) Parece validarse la hipótesis de partida de que algunos parámetros morfológicos están directamente relacionados con el estado genético de un embrión: 1) Respecto al zigoto, la diferencia está en la presencia de los 2 PN.

      2) Respecto al estado de división celular: + En D+2, la situación en 4 céls. tiene mayor probabilidad de euploidía, siendo más probables las aneuploidías a mayor número de células.

      + En D+3, embriones de 8 céls. tienen mayor probabilidad de euploidía, siendo más aneuploides a medida que crece el número de céls.

      + El grado de fragmentación celular en D+3 mayor del 50% se relaciona con aneuploidías.

      + La evolución del embrión después de la biopsia es más probable en embriones normales.

      3) Respecto a los antecedentes, la las indicaciones de edad materna avanzada y translocación recíproca son las de peor pronóstico.

      b) Según la evolución del ciclo: 4) No hay diferencias significativas entre el número de embriones analizados y el tipo de paciente.

      5) Cuando se biopsian menos de 3 embriones es alta la probabilidad de cancelación de transferencia.

      6) Cuando se tienen más de 4 embriones normales, es significativa la probabilidad de conseguir gestación; pero no hay diferencias en función de la indicación.

      Aún así, según se aprecia en la bibliografía, hay falta de consenso; por lo que no es más que el resultado del DPI el que determina el estatus cromosómico del embrión.

      Bibliografía más relevante [1] España. Ley 14/2006, de 26 de mayo, sobre Técnicas de Reproducción Humana Asistida. BOE, 27 de mayo de 2006, nº 126, Disposición nº 9292, págs.: 19947-19956. BOE-A-206-9292.

      [2] España. Instrumento de Ratificación del Convenio para la protección de los derechos humanos y la dignidad del ser humano con respecto a las aplicaciones de la Biología y la Medicina (Convenio relativo a los derechos humanos y la biomedicina) hecho en Oviedo el 4 de abril de 1997. BOE, 20 de octubre de 1999, nº 251, Disposición nº 20638, págs.: 36825-36830. BOE-A-1999-20638.

      [3] España. Real Decreto 42/2010, de 15 de enero, por el que se regula la Comisión Nacional de Reproducción Humana Asistida. BOE, 4 de febrero de 2010, nº 30, Disposición nº 1705, págs.: 9810-9815. BOE-A-2010-1705.

      [4] Steptoe PC and Edwards RG. “Birth after the reimplantation of a human embryo”. Lancet, 1978; 2:336.

      [5] Handyside AH, Pattinson JK, Penketh RJ, et al. “Biopsy of human preimplantation embryos and sexing by DNA amplification”. Lancet, 1989; 1 (8634): 347-349.

      [6] Thornhill AR, et al. “ESHRE PGD Consortium “Best practice guidelines for clinical preimplantation genetic diagnosis (PGD) and preimplantation genetic screening (PGS)”. Human Reprod. 2005; 20 (1): 35-40.

      [7] Alemañ M, López L y Cañadas MC. “DGP. ¿Cuándo está indicado?”. Rev. Iber. de Fertilidad, 2007; 24 (3): 177-182 [8] Nagy ZP. “Evaluación del cigoto humano. Anomalías en la fecundación. Factores predictivos de la implantación”. Reproducción Humana, 2ª ed. (Cap. 55) Ed. McGraw-Hill Internacional, 2002.

      [9] Wharf E, et al. “Early embryo development is an indicator of implantation potential.” Reprod Biomed. Online, 2004; 8 (2): 212-218.

      [10] Antczak M, et al. “Temporal and spatial aspects of fragmentation in early human embryos: possible effects on developmental competence and association with the differential elimination of regulatory proteins from polarized domains”. Human Reprod. 1999; 14 (2): 429-447.

      [11] Pelinck MJ, et al. “Embryos cultured in vitro with multinucleated blastomeres have poor implantation potential in human in-vitro fertilization and intracytoplasmic sperm injection”. Human Reprod. 1998; 13 (4): 960-963.

      [12] Cuadernos de embriología clínica. ASEBIR. “II-Criterios de valoración morfológicos de oocitos, embriones tempranos y blastocistos humanos”. Comisión de trabajo. ASEBIR. Coordinadores: Ardoy M y Calderón G. Ponentes: Cuadros J, Herrer R, Figueroa MJ, Moreno JM, Ortiz A, Prados F, Rodríguez L, Santaló J, de los Santos MJ y Ten J. Madrid 2007.

      [13] Prados FJ, et al. “The cleavage stage embryo”. Human Reprod. 2012; 27 (S1): i50-i71.

      [14] Bavister B. “Culture of preimplantation embryos: facts and artefacts”. Human Reprod. Update, 1995; 1: 91-148.

      [15] Donoso P, et al. “Prognostic factors for delivery in patients undergoing repeated preimplantation genetic aneuploidy screening”. Fertil. & Steril. 2010; 94 (6): 2362-2364.

      [16] Ogilvie CM, et al. “Preimplantation genetic diagnosis: an overview”. J. Histochem. Cytochem. 2005; 53 (3): 255-60.

      [17] Checa MA, et al. “IVF/ICSI with or without preimplantation genetic screening for aneuploidy in couples without genetic disorders: a systematic review and meta-analysis”. J. Assist. Reprod. Genet. 2009; 26: 273-283.

      [18] Cohen J, et al. “Removal of 2 cells from cleavage stage embryos is likely to reduce the efficacy of chromosomal tests that are used to enhance implantation rates”. Fertil. & Steril. 2007; 87 (3): 496-503.

      [19] Orris JJ, et al. “The utility of embryo banking in order to increase the number of embryos available for preimplantation genetic screening in advanced maternal age patients”. J. Assist. Reprod. Genet. 2010; 27: 729-733.

      [20] Mersereau JE, et al. “Preimplantation genetic screening to improve in vitro fertilization pregnancy rates: a prospective randomized controlled trial”. Fertil. & Steril. 2008; 90 (4): 1287-1289.

      [21] Wells D. “Embryo aneuploidy and the role of morphological and genetic screening”. RBO. 2010; 21: 274-277.

      [22] Ajduk A, Zernicka-Goetz M. “Advances in embryo selection methods”. F1000 Biology Reports. 2012; 4: 11-15.

      [23] Conaghan J, et al. “Improving embryo selection using a computer-automated time-lapse image analysis test plus day 3 morphology: results from a prospective multicenter trial”. Fertil. & Steril. 2013; 100 (2): 412-419.e5.

      [24] Campbell A, et al. “Modelling a risk classification of aneuploidy in human embryos using non-invasive morphokinetics”. RBO. 2013; 26: 477-485.

      [25] Rienzi L, et al. “No evidence of association between blastocyst aneuploidy and morphokinetic assessment in a selected population of poor-prognosis patients: a longitudinal cohort study”. RBO. 2015; 30: 57-66.

      [26] Staessen C, et al. “Comparison of blastocyst transfer with or without preimplantation genetic diagnosis for aneuploidy screening in couples with advanced maternal age: a prospective randomized controlled trial.” Human Reprod. 2004; 19 (12): 2849-2858.

      [27] Mastenbroek S, et al. “Preimplantation genetic screening of embryos for chromosome abnormalities reduces the success rate of in vitro fertilisation (IVF) by nearly a third in older women, according to a European Study”. New England J. of Medicine. 2007; 356: 9-17.

      [28] Schoolcraft WB, et al. “Preimplantation aneuploidy testing for infertile patients of advanced maternal age: a randomized prospective trial”. Fertil. & Steril. 2009; 92 (1): 157-162.

      [29] Marquard K, et al. “Etiology of recurrent pregnancy loss in women over the age of 35 years”. Fertil. & Steril. 2010; 94 (4): 1473-1477.

      [30] Mersereau JE, et al. “Preimplantation genetic screening in older women: a cost-effectiveness analysis”. Fertil. & Steril. 2008; 90 (3): 592-598.

      [31] Lathi RB, et al. “Aneuploidy in the miscarriages of infertile women and the potential benefit of preimplantation genetic diagnosis”. Fertil. & Steril. 2008; 89 (2) 353-357.

      [32] Musters A, et al. “Pregnancy outcome after preimplantation genetic screeing or natural conception in couples with unexplained recurrent miscarriage: a systematic review of the best available evidence”. Fertil. & Steril. 2011; 95 (6): 2153-2157.e3.

      [33] Hodes-Wertz, B, et al. “Idiopathic recurrent miscarriage is caused mostly by aneuploid embryos”. Fertil. & Steril. 2012; 98 (3): 675-680.

      [34] Voullaire L, et al. “High incidence of complex chromosome abnormality in cleavage embryos from patients with repeated implantation failure”. Fertil. & Steril. 2007; 87 (5): 1053-1058.

      [35] Basille C, et al. “Preimplantation genetic diagnosis: State of the art”. EJOG. 2009 145 (1): 9-13.

      [36] Mastenbroek S, et al. “Preimplantatio genetic screening: a systematic review and meta-analysis of RCTs”. Human Reprod. Update. 2011; 17 (4): 454-466.

      [37] Forman EJ, et al. “Comprehensive chromosomal screening alters traditional morphology-based embryo selection: a prospective study of 100 consecutive cycles of planned fresh euploid blastocyst transfer”. Fertil. & Steril. 2013; 100 (3): 718-724.


Fundación Dialnet

Dialnet Plus

  • Más información sobre Dialnet Plus

Opciones de compartir

Opciones de entorno